犬细小病毒

犬细小病毒（CPV-2)感染是由犬细小病毒引起犬的一种急性传染病。本病主要以出血性肠炎，白细胞总数下降，非化脓性心肌炎为主要临床特征。临床上主要有两种类型，心肌炎型和肠炎型。

【病原特征】

起源与进化  

犬细小病毒(Canine parvovirus，CPV-2)首次分离于 1978 年，被认为是由遗传关系相近的猫泛白细胞减少症病毒(FPLV)或其他肉食兽细小病毒(FPLV-like virus)跨宿主感染犬产生的新病原。其感染能引起新生犬急性心肌炎或幼犬出血性肠炎，造成较高的发病率和死亡率。该病原爆发后短短一年时间内即广泛流行到世界各地。随着 CPV-2 对宿主的适应和变异，新抗原变异型(CPV-2a、CPV-2b 和 CPV-2c)不断产生并在世界各地逐步替代了 CPV-2 的流行。伴随 CPV-2 抗原变异的同时，其对宿主(犬、猫)嗜性、毒力等生物学特性也随之改变。自首次分离获得 CPV 以来，其不断经过抗原漂移产生新的突变株，宿主范围不断扩大，除感染狐狸、犬、狼(韩磊等，2004)等犬科动物外，还感染猫、豹、熊、虎和果子狸等其它多种野生动物(Mech et al.，1997;Gese et al.，1997;Truyen et al.，1998;赵忠鹏等，2003)。追溯CPV-2 过去 30 年在世界流行和变异情况，探讨基因变异在病毒跨宿主传播中的作用，对预防和控制细小病毒的流行传播具有非常重大的意义。

一种新病原的产生和流行，往往是其亲本病毒对新宿主适应的结果。该病原从起源到广泛流行，一般要经历变异、适应和再变异(进化)、进一步适应的过程。犬细小病毒(Canine parvovirus，CPV-2)作为起源于上世纪 70 年代末的新病毒，在 30 多年流行过程中同样经历了上述典型过程。CPV-2 与其在亲缘关系上极为密切的多种肉食兽细小病毒，包括猫泛白细胞减少症病毒(FPLV)、水貂肠炎细小病毒(MEV)、蓝狐细小病毒(BFPV) 和浣熊细小病毒(RPV)等同归属细小病毒科(Parvoviridae) 细小病毒亚科 ( Parvovirinae) 的 自 主 复 制 细 小 病 毒［1］ 。CPV-2 自 1978 年在欧洲、北美和澳大利亚几乎被同时发现以来，短短一年时间已在全球各大洲流行。其主要感染 12 周龄以下断奶幼犬并引发其出血性肠炎或急性心肌炎［2］ 。CPV-2 作为细小病毒中最易变异的病毒，伴随其基因 /抗原快速变异的同时，新产生的 CPV-2 变异株(CPV-2a、CPV-2b 和 CPV-2c)对动物的感染宿主谱也在扩大，严重威胁着家养和野生犬科及猫科动物的生存［2］。

1  CPV-2―――一种易变异的 DNA 病毒

CPV-2 为无囊膜单股负链 DNA 病毒，病毒粒子呈二十面体对称结构，直径约为26 nm，基因组大小约为 5200 个核苷酸。CPV-2 基因组主要包含 2 个大的开放读码框(ORF1 和 ORF2)，从 3 ' → 5 ' 依次为 ORF1 编码的 2 个非结构蛋白基因 NS1 和 NS2，ORF2 编码的 2 个 C’端重叠的结构蛋白基因 VP1和 VP2。其中 VP2 蛋白构成病毒核衣壳成分 90%以上，是病毒主要保护性抗原蛋白，同时具有识别宿主细胞受体、决定病毒组织嗜性的功能［3］ 。在氨基酸组成三维空间结构上，每个 VP2 分子包括由 8 个反向平行的 β-折叠桶(β-barrel)组成的核心结构和围绕其外的 4 个闭合环(Loop) 构成的表面三重纤突(Threefold spike)，三重纤突的顶部(Tip) 和肩部(Shoulder)为病毒衣壳的功能部位。其不仅是病毒识别并结合转铁蛋白受体(TfR) 的工具，也包含了VP2 蛋白的主要中和抗原表位 A(epitope A)和 B 区(epitope B) ［4］ 。CPV-2 复制和组装需要借助宿主细胞中多种 DNA 复制酶，因此其只能在处于分裂间期(S 期)细胞中复制。宿主细胞 DNA 复制酶某些亚基缺失可能导致 CPV-2 基因组复制的保真性下降，为 CPV-2 基因变异的发生提供了基础［5］ 。通过对CPV-2 基因组各基因(NS1、NS2、VP1 和 VP2) 群体动力学进化分析表明，VP2 基因进化速率高达 2 ×10－ 4 次置换 /位点 /年(substitutions/sites/year)，已达到某些 RNA 病毒的进化速率［6 － 7］ 。1978 － 2000 年间，CPV-2 先后发生了 3 次重要基因变异，产生了CPV-2a、CPV-2b 和 CPV-2c 三种抗原变异株。每一种抗原变异株的产生，除 VP2 蛋白的中和表位发生改变外，病毒衣壳三重纤突上与宿主嗜性相关氨基酸也有所改变。而近年来三重纤突以外氨基酸突变表明 CPV-2 变异仍在继续。

2 CPV-2 的起源―――FPLV 对新宿主的适应

1977 － 1978 年间，一种引起 6 － 12 周龄幼犬发生急性呕吐和剧烈腹泻的传染病在欧洲、美国和澳大利亚被同时报道，随后该病原被分离并鉴定为一种类似 FPLV 新型细小病毒。为与早期发现的非致病性犬微小病毒(MVC 又称 CPV-1)相区分，该病原被命名为 CPV-2。据不完全统计，在 CPV-2 被首次分离后短短一年间，世界各地共有数万只犬被感染，感染犬 死 亡率高 达 80% 。血 清 学追溯 调 查 证 实CPV-2(或其亲本株)1976 年已在欧洲流行，后经过在犬群中数年的适应最终于 1978 年爆发［1］ 。应用群 体 基 因 组 分 子 进 化 分 析 推 测 该 病 原 诞 生 于1974 － 1976年间［2］ 。对 CPV-2 基因组序列分析发现，其基因遗传关系与 FPLV 最为接近(核苷酸变异率小于 1% )，基因序列的差异主要集中在病毒衣壳蛋白(VP2)上。VP2 蛋白上 6 － 7 个关键氨基酸的差异直接导致了两者抗原性、宿主体内外嗜性及其他生物学特性不同［3］ 。CPV-2 作为一种新病原，其可能由 3 种途径变异产生: (1) FPLV 强 毒 直 接 发 生 基 因 变 异 产 生CPV-2 而感染犬;(2)FPLV 疫苗株适应犬源细胞后在犬体内发生毒力突变产生 CPV-2;(3)FPLV 借助其它肉食兽(狐或貉) 为中间宿主变异进而感染犬产生 CPV-2。依据对多种肉食兽细小病毒分子流行病学分析结果，最后一种推测越来越被广大研究者认可［8］ 。

3 CPV-2 的进化―――抗原变异株的产生

3. 1 CPV-2a 抗原变异株

1985 年，Parrish 等通过单克隆抗体对 49 株来自不同国家的 CPV-2 抗原分型发现，其中 93% (26 /28)1980 年后分离病毒与 CPV-2 存在 2 个中和表位差异，该抗原变异株被命名为“CPV-2a”。在致病性上，CPV-2a 变异株感染幼犬较 CPV-2 潜伏期更短，肠炎症状更为严重。但在感染犬粪便中其病毒含量却远低于 CPV-2 感染犬，而病毒血凝效价(HA) 却高于后者 1000 倍以上［9］ 。感染宿主范围上，CPV-2a 不仅能在体外猫源细胞系(CRFK) 上增殖，且能在猫体内多器官组织复制并对其致病。与 CPV-2相比，CPV-2a 的 VP2 基因发生了 87(Met → Leu)、101(Ile → Try)、300(Ala → Gly)、305(Asp → Try) 和555 位(Val → Ile)突变(图 1)。对 1990 年后分离的CPV-2a 基因序列分析发现，多数 CPV-2a 又发生了555 位(Ile → Val)回复性突变 ［10］ 。作为一种抗原变异株，CPV-2a 的产生及其在世界范围内迅速替代CPV-2 可能有 2 个原因:一是随着 CPV-2 疫苗应用，CPV-2 进行免疫逃避性变异的结果;二是 CPV-2a 和CPV-2 均来源于犬细小病毒同一亲本株，在 1978 －1980 年优胜劣汰的流行过程中更适应宿主的 CPV-2a 株被得以选择纯化。

3． 2 CPV-2b 抗原变异株

1991 年，Parrish 等通过对来自美国各地 92 株犬细小病毒进行单抗分型显示，1984 年后分离的病毒在抗原性上与 CPV-2a 和 CPV-2 存在 1 － 2 个中和表位差异，即产生了新抗原变异株 CPV-2b。此后，CPV-2 的 2 种抗原变异株(CPV-2a 和 CPV-2b)完全替代了前者并在世界各地流行。与 CPV-2a 基因序列相比，其在 VP2 基因 426 和 555 位氨基酸分别发生了 Asn → Asp 和 Ile → Val 突变，426 位氨基酸位于病毒衣壳蛋白三重纤突表面突起结构上，由此在衣壳蛋白 A 表位区上产生了一个新中和抗原表位。在宿主范围上与 CPV-2a 相同，CPV-2b 除对犬有较高的致病率和致死率外，同样能在猫体内复制并对其致病［11］ 。1988 年后，CPV-2b 变异株在美国广泛流行甚至一度占据主导地位。但在欧洲多数国家、日本和澳大利亚，1990 年以前主要以 CPV-2a 流行为主，1990 － 2000 年间 CPV-2a 和 CPV-2b 流行比例倾向一致。而在美国和南美国家，CPV-2b 为主要流行株。自 20 世纪 90 年代早期，VP2 基因 297 位(Ser → Ala) 的 NewCPV-2a 和 NewCPV-2b 变异株逐渐在各国犬和猫中流行。虽然 297 位(Ser → Ala)变异未明显改变病毒抗原性，但由于其在空间结构上临近衣壳蛋白表面纤突，可能影响病毒与宿主动物受体的亲和力［12 － 13］ 。

3. 3 CPV-2c 抗原变异株

2000 年，一种 VP2 基因 426 位氨基酸(426Glu)的新抗原变异株在意大利和越南被分别检测到［14］ 。随后在欧洲其他国家、日本和美国该426Glu 突变株陆续被分离并被命名为 CPV-2c。CPV-2c 在意大利爆发后短短几年，其在欧洲多个国家犬中迅速流行并有逐步超越 CPV-2a 和 CPV-2b 之势［15 － 17］ 。2004年，CPV-2c 的300 Asp 抗原变异株在越南豹猫体内被鉴定。该位氨基酸位于衣壳蛋白上 B 表位区，300Asp 突变降低了病毒在犬细胞中的复制效率同时增强了病毒衣壳稳定性及环境抵抗力。该位点的突变被认 为 是 CPV-2c 在 猫 体 内 进 一 步 适 应 的 结果［18 － 19］ 。Decaro 等(2009)对来自不同地点和时间分离的 58 株 CPV-2c 的 VP2 基因比 对 分 析 证 实CPV-2c 之间变异率较低，除分离自越南的 HNI-4-1株外，其余 CPV-2c 株在遗传进化树上均位于欧洲源分支上［20］ 。与欧洲实行广泛的动物免疫措施不同，2000 年以前，越南犬、猫疫苗免疫普及率较低，推测 CPV-2c 变异株应该是 CPV-2a 或 CPV-2b 在当地自然进化的结果。最近，张仁舟等(2010) 通过RFLP 分析和 VP2 基因测序首次鉴定了来自中国吉林省的 2 株 CPV-2c，对其遗传进化分析显示该 2 株病毒 在 CPV-2c 进 化 树 上 形 成 一 个 独 立 的 分支［21］ 。 426 Glu 的突变使 CPV-2c 获得了一个新抗原表位，针对该表位的单抗可以完全将其与 CPV-2 其他变异株区分开来。临床病例调查发现，CPV-2c 对宿主的致病性更强，甚至也能感染疫苗免疫的成年犬和猫。

近 5 年来，随着分子分型诊断技术成熟，CPV-2及其抗原变异株在世界各地流行情况近一步明了。NewCPV-2a 和 NewCPV-2b 已基本替代了 CPV-2a 和CPV-2b 在亚洲主要国家(中国、日本和韩国)流行。而 CPV-2c 在欧洲、北美和南美国家的流行比例逐渐超越 NewCPV-2a 或 NewCPV-2b(图 1) ［22 － 26］ 。与此同时，CPV-2 变异株对家猫和野生猫科动物的感染率和致病性上持续升高，甚至在某些国家感染率已超过 FPLV ［27］ 。广泛的分子流行病学调查结果显示 3 种抗原变异株已将 CPV-2 完全替代。而最近多种动物感染 CPV-2 的病例也有报道:本实验室对2009 年分离自河北省圈养貉群的细小病毒基因序列分析证实，6 株貉源犬细小病毒均为 CPV-2 型(VP2 基因氨基酸同源性为 99. 5% － 99. 8% ) ［28］ 。与同为 CPV-2 疫苗弱毒(154 株) 和 1978 － 1980 年间流行于欧洲和美国的 CPV-2 强毒(CPV-b、CPV-d、CPV-RD80 和 CPV-Norden 株)氨基酸同源性高达99. 1% 。CPV-2 弱毒疫苗经过 30 年在世界犬群的广泛应用，证实其对免疫幼犬安全有效，无毒力返祖的报道。貉为 CPV-2 的易感动物，其感染的 CPV-2来源可能有以下 2 种原因:国内长期应用的犬细小病毒弱毒疫苗(CPV-2 型) 通过免疫犬的排毒直接感染了与其接触的未免疫貉群;作为 CPV-2 保毒宿主的某些犬科野生动物一直在野外环境中带毒存在，通过与圈养貉群偶然接触传播了 CPV-2。以前研究显示CPV-2 不能感染浣熊，但最近 Kapil 等对2010 年分离自美国阿肯色州浣熊体内的一株 RPV基因序列分析证实其为 CPV-2 的变异株，其在 VP2基因氨基酸的 87、101 和 300 位均发生了趋向 CPV-2a 的突变［29］ 。

4 CPV-2 进化机制和意义

病毒进化一般通过以下 3 种主动或被动途径实现:(1) 疫苗免疫压力(Positive selection) 下病毒基因点突变累积的结果;(2) 病毒在感染动物体内发生基因内或基因间重组 ( Genetic Recombination);(3)宿主与病毒生态环境改变使病毒获得更大生存空间而发生自然变异(Natural mutation)。大量研究显示 CPV-2 爆发源于 FPLV 或 FPLV 样病毒偶然性变异事件(而非类似禽流感病毒的频繁性变异)，其偶然性变异产生 CPV-2 的“祖先”在犬体内适应并进一步变异为 CPV-2 ［30］ 。与 FPLV 进化机制不同:CPV-2 基因变异主要为集中在 VP2 基因的非同义置换(Nonsynonymous mutation)，通过 VP2 基因定向漂移产生新抗原变异株(第一种途径)。在进化速率上，CPV-2 核苷酸非同义置换速率较 FPLV 快 3倍以上［7］ 。对于 CPV-2 快速变异发生机制另一观点则认为:病毒 VP2 基因受到的免疫选择压力并不是 CPV-2 快速进化的关键，与 FPLV 相比，作为一种“年轻”病毒，其在宿主(犬)体内复制和进化的“空间”更为广阔(第三种途径) ［30］ 。

最近，CPV-2 与其抗原变异株(CPV-2a 或 CPV-2b)在感染猫体内基因重组的发生也得到证实［31 － 32］ ，这为 CPV-2 变异机制发生的第二种途径提供了依据。作为 FPLV 变异株，通过 VP2 基因 93 位(Lys →Asn)和 323 位(Asp → Asn)突变使 CPV-2 获得犬细胞表面 TfR 的结合能力最终导致了 CPV-2 爆发。犬和猫 TfR 氨基酸序列同源性为 89% ，它们具有相似的空间构象。除 TfR 顶端结构域(约 N 端 135 －430 氨基酸)221 位和其附近 191 和 439 位氨基酸残基改变会影响病毒特异性吸附外，作为体内铁离子转运的重要载体蛋白，温度、环境 pH 值及 Ca 2 + 浓度也会影响病毒与 TfR 结合。TfR 在处于分裂间期细胞(肠黏膜上皮细胞、骨膜细胞和胸腺细胞等)表面高丰度表达，促使 CPV-2 对其相关组织和器官能进行有效的感染［33］ 。CPV-2 对犬进行体内外感染的同时，却丧失了对猫体内感染的能力。而 VP2 基因87( Met → Leu)、305 ( Asp → Try) 和 300 位 ( Ala →Asp)联合突变又重新使 CPV-2 抗原变异株重新获得了对猫 TfR 的感染能力。297 Ala 和 300 Asp 突变进一步 增 强 了 CPV-2a、CPV-2b 对 犬、猫 TfR 的 亲 和力［9］ ，推断自 1978 年来 CPV-2 自然或压力变异倾向与 TfR 亲 和 力 高 的 方 向。另 一 方 面，CPV-2a、CPV-2b 和 CPV-2c 在犬和猫体内逐渐适应的同时，其与 FPLV 发生病毒间基因重组的机会也大大增加，给 CPV-2 变异株的进一步进化提供了基础。

5 从 CPV-2 到 CPV-2c―――疫苗免疫走向何方?

早在上世纪 70 年代末到 80 年代初，FPLV 弱毒株或灭活苗被用来免疫预防 CPV-2，但无论在免疫效力还是免疫持续期上，均达不到理想效果。CPV-2 弱毒疫苗的问世及其广泛应用，使得 CPV-2 爆发和流行情况得以控制。而随着 CPV-2 消失的同时，其抗原变异株也随之产生并在世界各地广泛流行，而每一种抗原变异株的衣壳蛋白上比前者改变了至少一个中和表位。最近在某些国家，基于 CPV-2b的弱毒疫苗被培育并应用。针对不同抗原型免疫犬的血清交叉中和试验结果显示，CPV-2 和 CPV-2b 在其抗原交叉反应存在明显差异，但疫苗安全和效力试验证实，2 种疫苗均能保护免疫动物抵抗不同抗原变异株强毒攻击［34 － 36］ 。而对于临床发病犬追溯调查发现，免疫犬感染不同抗原型病毒的病例屡见不鲜，CPV-2 免疫犬对同型病毒(CPV-2) 中和抗体(SNAb)水平明显高于异型，较多研究者认为低水平的 SNAb 可能无法提供免疫犬对异型病毒的完全保护［37］ 。

而除以上原因，免疫犬感染发病的其他原因也不容忽视:(1) 疫苗首次接种时幼犬体内残余的母源抗体限制了疫苗弱毒在其体内的复制。(2)疫苗接种后犬在“感染窗口期”内(约 1 － 2 周免疫产生期)遭受强毒的侵袭而感染。(3)某些品种、日龄的犬对强毒易感程度更高。近来，以 VP2 蛋白为目标的合成肽疫苗、亚单位疫苗、核酸疫苗和重组病毒载体疫苗的研究取得了一系列进展［38 － 40］ ，其在免疫上不会受到母源抗体干扰，在免疫效力等方面也均得到广泛认可。但由于安全性评价、生产工艺及成本等问题使其在现阶段难以商品化生产。而针对目前多种抗原变异株流行的状态，依靠传统工艺来研制多价活疫苗或灭活疫苗思路依然是可以尝试的。

FPLV 在近一个世纪的流行过程中，其生物学及基因遗传特性基本保持稳定。与其相反，CPV-2从起源、进化到对犬的稳定适应，从丢失到重新获得对猫的感染能力，30 年中每一个转变均伴随着病毒生物学特性和抗原性的改变。作为一种易变异的DNA 病毒，对 CPV-2 在时间、空间以及宿主方面流行病学的持续监测无疑是揭示其定向进化驱动力的有效方法。同时，对 CPV-2 基因组自然(随机)变异和压力变异的研究，也为我们探求其他病毒的遗传变异机制提供了有效范例。

【流行病学】

CPV具有高度接触传染性。犬是本病主要的自然宿主，各种年龄、性别、品种的犬都可感染，以断奶后的幼犬（尤其12周龄以下的幼犬）最为易感，因为幼犬母源抗体从断奶后开始逐渐降低，到４月龄左右几乎全部消失，幼犬逐步失去了对犬细小病毒的抵抗力；断奶不久的幼犬，一旦感染多以心肌炎综合症为主，青年犬以肠炎综合症为主。而到１岁左右，随着年龄的增长，免疫系统逐步完善，辅以定期的预防接种，犬体内抗体水平处在较高的水平，从而降低了犬细小病毒病的发病率。CPV流行严重时，可在幼犬群中迅速传播。初生仔犬发病率很低，因为初生仔犬通过采食母乳，获得母源抗体，从而获得了抵抗犬细小病毒的能力。纯种犬更易感染细小病毒，而杂交犬因其杂交优势，适应能力较强，故较少发病。病犬是主要传染源，病毒随粪便、尿液、呕吐物及唾液排出体外，污染食物、饮水、垫料及周围环境。康复犬可长期带毒，并通过排泄物长期排毒，持续污染环境。无临床症状的带毒犬也是危险的传染源。本病主要经消化道途径感染，也可通过空气感染。健康易感犬直接接触病犬或带毒犬，摄入被CPV污染的食物、饮水或接触食具、用品而感染。健康犬与病犬近距离接触，可通过污染的空气溶胶微滴而经呼吸道感染。本病没有明显的季节性，以冬、春季多发，可能是由于气候变化异常，导致犬抵抗力下降，增加了发病几率。饲养管理条件骤变、长途运输、寒冷、拥挤等因素可促使本病的发生。

【病毒稳定性与灭活】

CPV对外界理化因素具有很强的抵抗力。在 4~10℃存活 6 个 月 ， 37℃ 存 活 2 周 ，在pH值3~9，于56℃保持感染性至少60分钟。在60℃环境可存活1 h，能耐受65℃30分钟加热而不丧失其感染性。 80℃ 存活 15 min 。在室温下保存 3个月感染性仅轻度下降。在粪便和固体污染物上的病毒可存活数月至数年，于低温环境中，其感染性可长期保持。对常用的消毒药具有较强的抵抗力，对乙醚、氯仿、醇类和去氧胆酸盐不敏感，其感染性和血凝性不受影响，对紫外线敏感。消毒剂可以灭活CPV，最有效的是福尔马林、β-丙内酯、氨水和次氯酸钠等。

【临床症状】

本病在临床上主要以急性出血性肠炎和心肌炎为主要特征。

该病的潜伏期与犬的抵抗力和所感染病毒的毒力与数量有关，一般潜伏期7～14 d，病犬突然发病，精神沉郁。不同个体，体温或升高或正常。被毛粗乱、食欲减退乃至废绝，呕吐、腹泻，可呈喷射状向外排出，初起粪便呈黄色或灰黄色，覆有多量黏液和伪膜，而后粪便呈蕃茄汁样，重者或首次即直接排血便，气味腥臭、恶臭。病犬迅速脱水、消瘦、虚弱，眼窝凹陷、皮肤弹性减退。有少数病犬出现肠套叠等继发症状。水、电解质平衡紊乱及酸中毒，直至衰竭而死亡，长着病程5～7 d左右，短者2~3天死亡。血液检查，白细胞总数明显减少，可减少到3000个/立方毫米以下。

成年犬轻症的一般只出现感染后的免疫反应，常无明显的临床症状，有时可出现一过性白细胞减少。重症的可出现出血性肠炎，极少有死亡病例发生。

心肌炎多见于12周龄以下的幼犬，常表现为突发心力衰竭，或在肠炎症状下或之后，突发心力衰竭，病犬表现精神沉郁、肌肉震颤，末梢厥冷，耳鼻发凉，呻吟，呼吸困难，听诊心内杂音显著，可视粘膜发绀，心率加快，常在数小时内死亡。单纯的心肌炎型病例临床上较为少见，常常与肠炎型混合发生。

【病理变化】

病犬尸体消瘦、脱水，腹腔积液，肠系膜血管呈树枝状充血，肠系膜淋巴结肿大，充血、出血，水肿，呈暗红色，切面外翻，呈大理石样。小肠粘膜出血、坏死脱落，小肠及大肠内容物暗红色呈酱油样或番茄汁样。胃内空虚，粘膜表面附有淡黄色或黄红色钻液，胃底部粘膜弥漫性充血。肝脾无特征性病变，仅有不同程度的淤血。

死于心肌炎的病犬，心肌高度松弛、扩张，心房和心室内有淤血块。心肌或心内膜有非化脓性坏死灶，心肌红黄相间，心肌纤维变薄、变性坏死，可见灶状出血。受损的心肌细胞中常有核内包涵体。偶尔出现肺脏水肿及局部充血、出血症状，致使肺表面色彩斑驳。

组织学检查肠绒毛萎缩, 隐窝萎陷或扩张, 数目减少。在淋巴结、肠上皮细胞及病变心肌细胞内可见CPV包涵体。

【诊断】

根据临床症状，流行病学特征，病理变化，可作出初步诊断。但应注意与冠状病毒、胃肠炎型犬瘟热以及出血性肠炎的鉴别诊断。确诊需进行实验室检查。

目前，用犬细小病毒抗原快速检测试纸可以快速、准确的诊断本病，但是使用犬细小病毒抗原快速检测试纸检测犬细小病毒，由于检测试纸质量问题或所采集的病料可能被污染等原因，可能导致测试结果出现假阳性。因此，在使用犬细小病毒抗原快速检测试纸检测犬细小病毒时，应结合犬细小病毒的流行病学特点和犬细小病毒病的临床症状进行综合判断。

1 诊断技术研究进展

仅根据临床症状及流行病学特点和特征性病变，很容易对急性和典型的 CPV 感染做出初步诊断，但对于不典型的CPV 感染，尤其幼犬感染后表现的复杂症状难以做出诊断，还必须借助实验室诊断技术进行确诊。为了建立适合本病诊断和流行病学调查的快速、敏感、特异和准确的方法，国内外许多学者进行了大量研究，并取得了显著的成绩。目前实验室常用的诊断方法主要有动物试验、病毒分离、电镜检查、血清学诊断和分子生物学等。

1. 1 动物试验

检测 CPV 的最敏感方法是应用易感的幼犬进行接种试验。对试验幼犬应先进行中和试验，排除犬瘟热病毒(Caninedistemper virus，CDV)和猫泛白细胞减少症病毒(FPV)的感染。由于低毒力 CPV 毒株的普遍存在，所以即使接种幼犬不呈现典型 CPV 症状，也应该进行血液中的病毒分离。CPV 超免疫血清接种保护试验也可用做 CPV 病原的诊断，但若 CPV超免疫血清中同时含有抗菌抗体，则易发生误诊。

1. 2 病毒分离

取病犬的粪便，分别用 0. 25% 的青霉素和链霉素制成10%乳剂，然后 10 mL 样品中添加 1 mL 氯仿 4℃ 过夜，3000r/min 离心 15 min，取上清接种于 MDCK 细胞或 F81 细胞培养，分离病毒(董江丽等，2000)，观察细胞病变及核内包涵体，以便确诊。Martinello 等(1997)分别用 ELISA、HA 和病毒分离技术对 115 份狼粪便样品进行了检测，其中在 7 份样品中检测到了 CPV，并经电镜检查得到了证实，这是第一次确切的观察到了欧洲狼体内的 CPV。

1. 3 电镜检查

1. 3. 1 直接电镜(EM)检查 

先将粪便用氯仿处理，然后以 5000 r/min 离心 10 min，取上清液，滴于铜网上，用磷钨酸染色后于电镜下观察。病初可见到大小均一、散在的病毒粒子，感染后期由于肠道出现肠粘膜分泌性抗体，病毒呈聚集状态。但由于病毒粒子较小，不同的发病时期粪便中病毒含量也有差异，极易可能影响检出率(Krauss ＆ Arens，1981)。

1. 3. 2 免疫电镜(IME)检查 

该法较直接电镜更为敏感。为了鉴别粪便中的致病性 CPV 与非致病性 CPV，可进行免疫电镜检查，当非致病性 CPV 与 CPV 免疫血清作用时，不产生聚集状态，而致病性 CPV 与 CPV 免疫血清能发生聚集(王伟等，2002)。李六金等(2002)用免疫金电镜技术检测了 CPV免疫球蛋白(Ig)，检测结果证明驴抗犬细小病毒所产生的 Ig对 CPV 具有较强的反应特异性。虽然电镜检查直观、有效、快速可靠，但所需仪器设备昂贵，灵敏度低，同时技术所需试剂、操作复杂，因此该方法不适合在基层推广。

1. 4 血清学诊断技术

1. 4. 1 血凝(HA)试验    

采集活犬的泪液、鼻液、粪便等或病死犬的肝、脾、肺等组织器官(王居平等，2004)。将待检组织或粪便样品加等体积生理盐水研磨匀浆，3000 g 离心 15min，收集上清液待检。用 0. 5% ～1%猪红细胞悬液在 4℃时按比例混合，充分振荡后，结果判定的方法是以出现 100% 的红细胞凝集为终点，HA 效价以出现终点凝集的样品最高稀释倍数表示。

1.4. 2 血凝抑制(HI)试验 

将病犬血清、腹水或乳汁样品作 1∶5 稀释，灭活后连续稀释，分别加血凝素抗原和猪红细胞(王居平等，2004)。判定方法是以完全不凝集为抑制终点，样品的 HI 效价以其出现终点抑制的样品最高稀释倍数表示。此方法操作简单，易于判定，既可检测抗原也可检测抗体，适合于田间试验，但敏感性较低。欧洲一些国家的实验室专门制备高效价超免疫血清和抗原，并有统一的判定标准。国内用 HI 试验主要是监测 CPV 免疫抗体水平。

1. 4. 3 琼脂扩散 

用0. 01 M、pH7. 4 的 PBS 配制1%琼脂糖凝胶，制备平板，进行琼脂扩散试验，测定病毒抗原和相应抗血清的反应，37℃湿盒作用 24 ～ 48 h，即可得出结果。此法简便、经济和特异，但只能粗略测定被检血清中的抗体，具有群特异性，不能鉴别毒株，甚至难以辨别抗 CPV 抗体及其它动物细小病毒抗体。

1. 4. 4 对流免疫电泳 

该法是一种比较实用的免疫学检测技术，它是在琼脂扩散的基础上，结合电泳技术，集中两者的优点，通过物理振荡方法，使免疫复合物中的抗原抗体复合物解离，从而实现了检测抗体的目的。常规法对流免疫电泳 可确定抗原抗体复合物中的所含蛋白的种类，鉴定抗原或抗体的纯度。解离法对流免疫电泳 许树林等(2000)在应用解离法对流免疫电泳检测 CPV 抗体的试验中，通过与酶标 SPA 染色法、HI 及常规法对流免疫电泳法进行比较，证实该法具有较好的可靠性、敏感性和实用性。

1. 4. 5 血清中和试验 

血清中和试验可以测出动物体内的抗体，但因弱毒疫苗的大量应用，犬体内的 CPV 抗体效价普遍较高，故可能出现假阳性。目前最常应用的血清中和试验方法是免疫荧光中和试验。

1. 4. 6 免疫荧光试验和间接免疫荧光试验 

主要用于检测病毒抗原，但也可以检测抗体，还可用于检测 CPV 在细胞中的增殖特性和规律。应用荧光抗体可对病犬肠切片、心肌切片及细胞培养物切片直接进行荧光染色，也可先将病料乳剂接种于细胞培养后，再用荧光抗体检测感染细胞。此法简便、快速、检出率较高，许多国家和地区已将该法作为 CPV 的法定诊断方法，也是我国实验室诊断 CPV 最常用的定性方法之一(Appel et al.，1979)。但被检病料的来源有一定的局限性，用于犬死后的病理组织和细胞培养物种的病毒检测。

1. 4. 7 酶免疫分析技术    

其基本原理是将特异性反应系统、间接放大系统和显示系统结合起来，用来检测抗原或抗体的一种免疫学方法。目前检测 CPV 抗体的常用方法是ELISA，此法操作方便、简单、快速。

(1)间接 ELISA 吴金石和周建群(2002)用蔗糖密度梯度离心和凝胶层吸纯化 CPV 作抗原，建立了检测 CPV 抗体的间接 ELISA 法。其特异性和稳定性良好，结果判定准确明显、易于把握。

(2)抗原竞争 ELISA 又称竞争性抑制 ELISA，主要用于测定 小 分 子 抗 原。Rimmelzwaan 等 (1990) 分 别 用 间 接ELISA、抗原竞争 ELISA 和 HI 对犬血清中的 CPV 特异性抗体进行了检测，比较结果发现，两种 ELISA 的特异性和可操作性均比 HI 高。据报道国外有学者分别用抗原竞争 ELISA 和HA 对犬粪便中的 CPV 进行了检测并对结果进行了比较，发现抗原竞争 ELISA 的判定结果准确率比 HA 高。

(3)双抗体夹心 ELISA(Das-ELISA) 目前国内外已研制出犬 CPV 酶标诊断试剂盒 (李六金等，2000;马国红，2002)，此试剂盒在 30 min 内即可用肉眼判定结果，具有简便、快捷和特异性高等优点。其操作方法为:取少许粪便溶于生理盐水中，取一滴悬浊液加到犬 CPV 酶标诊断试剂盒，30 min 出 现 明 显 的 沉 淀 线，即 为 阳 性。Rimmelzwaan 等(1990)分别用 Das-ELISA 和 HA 对犬粪便中的 CPV 进行了检测，比较结果发现，Das-ELISA 的特异性和敏感性均比HA 高。

(4) 斑点 ELISA(Dot-ELISA) 国内有学者应用 Dot-ELISA 对 CPV 进行了快速检测，发现 Dot-ELISA 的敏感性比常规 ELISA 的高很多。Banja 等(2002)用 Dot-ELISA 检测了171 份犬粪便，结果发现 CPV 和犬冠状病毒(Canine corona-virus，CCV)的阳性检出率分别是 29. 8% 和 6. 4%，同时发现CPV 的发病率随犬年龄的增大而逐渐降低。

1. 4. 8 单克隆抗体(McAb)技术 

McAb 具有高度的特异性和敏感性，能够剖析任何一种抗原物质的微细结构，用它可检测 CPV。王彦红等(2001)将 CPV-YZ 株的细胞培养液经蔗糖密度梯度离心纯化后作为免疫原免疫 BALB/C 小鼠，应用杂交瘤技术筛选出 8 株能稳定分泌单克隆抗体的杂交瘤细胞，经中和试验表明有 4 株 McAb 有中和作用，又经 Dot-ELISA 试验证明8 株单抗仅针对病毒抗原决定簇的空间结构。Battilani 等(2002)用特异的 McAb 对意大利患犬的CPV-2进行了检测和分析，后又用 PCR 法对其 VP1 和 VP2 基因进行扩增，并用限制性内切酶对扩增产物进行了分析，发现 McAb 检测 CPV 更特异、敏感和准确。

1. 5 分子生物学诊断技术

1. 5. 1 PCR 方法 

PCR 技术是一种在 DNA 水平上对病毒和细菌等微生物进行诊断的方法。刘忠华等(2002)建立了检测犬 CPV 的 PCR 方法，并同时用 PCR、HA 和 ELISA 三种方法对鸡成纤维等五种细胞中 CPV 的生长动态进行了检测，结果发现，与 HA、ELISA 方法比较，PCR 方法最敏感，特异性更强。Kazuhiro 等(1995)根据 CPV 的 VP2 基因序列，设计引物，建立了一套快速特效的鉴定粪便中 CPV 的 PCR 方法，这种方法能尽可能早地发现病犬是否感染 CPV，以防止二次感染。他们在抽提病毒 DNA 期间，使用阳离子表面活性剂 Cat-rimox-14TM 使得运用 PCR 法时能够更准确的检测 CPV。刘忠华等(2002)根据 CPV 基因组设计特异性寡聚核苷酸引物，研制出了检测 CPV 的 PCR 诊断试剂盒，经应用后显示，该试剂盒具有特异、灵敏的特点。董江丽等(2000)在对 CPV 内蒙株(CPV-IM)结构蛋白 VP2 基因克隆和序列分析的基础上，设计合成了一对特异性引物，并以重组质粒 PUCVP2 为阳性对照，用 PCR 法检测 CPV 感染的病犬肠内容物，从而成功地建立了一种快速、准确、灵敏的检测 CPV 的 PCR 技术。Max-son 等(2001)为了检测犬病料中的 CPV、腺病毒Ⅰ和Ⅱ、疱疹病毒，用 PCR 法分析了心脏被石蜡灌封的患有恶性心肌症和心肌炎犬的心肌，结果发现，上述病毒通常与犬的恶性心肌症和心肌炎无关。Pereira 等(2000)分别在 1980、1986、1990和1995 年用 PCR 法对巴西带有 CPV 感染可疑症状犬的粪便进行了检测分析，结果发现，在二十世纪八十年代，巴西主要流行 CPV-2a，而在 1990 ～1995 年期间主要是 CPV-2b。

1.5. 2 核酸探针技术 

核酸探针技术敏感性高，且不受病毒活力的影响，可检出呈免疫复合结合状态的病毒粒子，对CPV 感染早、中、晚期均有良好的检出率，在临床诊断和口岸检疫上有良好的应用前景。赵永军等(1991)将提纯的貂肠炎病毒复制型 DNA，以 HindⅢ酶切，收回 0. 7 kb C 片段并克隆到质粒 pBR322 中，构建重组质粒 PBM，用［α-32P］dATP标记 C 片段和用光生物素标记 PBM，分别制成放射性同位素和光生物素核酸探针，采用打点杂交技术将其用于 CPV 检测。同时，他们又用光生物素标记的 PBM 探针检测了接种疫苗后不久的犬粪便 71 份，检出的阳性率为 91. 5%。

1.5. 3 核酸杂交技术 

此技术可用于鉴定组织样品中 CPV的存在，对于冷冻样品更加敏感。Remond 等(1992) 运用DNA 杂交技术对一种 CPV 疫苗株的部分 DNA 片段进行了克隆测序。Teramoto 等(1984)分别用 ELISA、DNA 杂交、HA 和EM 法检测了 CPV 患犬的粪便，进行了比较，结果发现，ELISA 与 HA 之间的相关性最高(94. 4%);ELISA 与 DNA 杂交之间的相关性较低(73. 3%);而 ELISA 与 EM 之间的相关性最低 (60. 9%)。Nho 等 (1997) 采用原位杂交法，用与VP1、VP2 基因互补的地高辛标记的核酸探针检测淋巴结、脾脏、心脏、肝脏等组织中 CPV 的存在，研究认为通过检测肝脏、肾脏及心脏中 CPV 的存在与否可判断 CPV 毒力的强弱。

1.5.4环介导等温扩增技术 

环介导等温扩增技术(loop-mediated isothermalamplificationLAMP)是一种新的核酸扩增方法，可在 15 ～60 min 内将 DNA 扩增 109 倍 ～1010 倍，效率极高。已建立的不同病原的 LAMP 方法(Notomi et al.，2000)都证明了其敏感性为常规 PCR 的 10 倍 ～ 100 倍。LAMP 技术具有简单、快速、准确、廉价、易检测和可视化等特点。温海等(2012)在 65℃等温条件下、1 h 内完成了 LAMP 扩增过程，病毒的最低检出限量为 10－2 个 TCID50/mL，特异性和可视效果良好，阳性检出率为 80. 5%(普通 PCR 为 72. 2%)，为临床检测 CPV 感染提供了一种快速简便的新方法。

【防治】

1.免疫技术研究进展

1.1常规疫苗

最早使用的是经福尔马林灭活的 FPV 疫苗，也曾少量试用过 FPV 弱毒疫苗。Lenghans 等的研究表明虽然 CPV 和FPV 之间有共同抗原组分，能发生交叉血清学反应，但 FPV产生的免疫保护远不及 CPV，因而又相继研制出了 CPV 灭活苗和弱毒苗(颜文卿等，2006)。目前，CPV 感染的预防主要依赖于弱毒疫苗，实践证明弱毒疫苗在控制该病的发生起主导作用。传统的弱毒疫苗虽然有良好的免疫应答和较长的免疫期，但存在人为散毒的可能和毒力返强的危险，野生动物极易受到感染，且感染后无法及时救治甚至是不能救治，就会使该病在野外更大范围的传染，因此应用受到一定制约(Carrnichael，1983;Schunck ＆ Truyen，1995)。此外，由于母源抗体的存在，可能导致免疫失败，许多国家都有免疫群体爆发 CPV 感染的报道。因此，国内外学者纷纷对此进行了深入研究，致力于寻求更安全有效的疫苗。

1.2 新型疫苗

分子生物学的发展使 CPV 疫苗的研究进入了分子水平。CPV 强毒株和弱毒株全序列的发表以及基因组结构蛋白VP1、VP2 和非结构基因 NS1、NS2 的生物学特性的逐渐揭示，为 CPV 新型疫苗的研制拓宽了道路，国内外的研究也取得很大进展。刘晓松等(1999)报道用 CPV 高免动物后，从肝、脾和淋巴结等免疫器官所提取的 iRNA 对临床疑似 CPV 感染有很好的防治效果。Pratelli 等(2001)研究表明 CPV-2 在犬群中已消失，CPV-2 疫苗已不适宜于当前犬的预防免疫，HI滴度也不能正确评价免疫水平。Lopez 等(1992)在昆虫杆状病毒表达系统中表达了 VP2 蛋白，表达的蛋白可自我装配成空衣壳。10 μg 表达蛋白与免疫佐剂一起可使犬产生良好的免疫反应。Langeveld 等(1994)合成了位于 VP2 氨基端21 个氨基酸内有部分重叠的两段多肽，分别免疫犬后，均能产生免疫保护反应，从而首次研制出对 CPV 感染提供保护的肽苗;此外，还可用针对第二个多肽 3 ～ 10 个氨基酸的单克隆抗体用以区别疫苗接种的犬和自然感染的犬，在疾病诊断上具有十分重要的意义。Buonavoglia 等(1994)报道 CPV 弱毒苗通过鼻内接种有母源抗体的幼犬，能在一定程度上克服母源抗体的干扰而产生较好的免疫。邱薇(2006)以犬细小病毒基因组 DNA 为模板，将扩增得到的 VP1 基因与真核表达载体 pIRES 连接，随后，对6 只9 月龄犬分别接种不同剂量的pIRESVP1 重组质粒，每 8 周免疫 1 次，共免疫 3 次，结果显示，第 2 次免疫后即可检测到较高的血清抗体效价。在第 3次免疫 4 周后攻毒。所有接种 pIRESVP1 疫苗的犬均能抵抗CPV 强毒的攻击，而接种空载体质粒和生理盐水的对照犬则全部发病。上述研究不仅证明接种所构建的重组质粒pIRESVP1 能使犬免受犬细小病毒强毒的感染，而且将 VP1

作为犬细小病毒病基因疫苗的候选基因，具有确实的免疫效果，为随后的疫苗改进提供了思路Nicholas 等(2002)用植物病毒作为载体连接 CPV 的 17 个氨基酸的多肽序列，这些多肽序列分别在病毒的 S 和 L 亚单位上以单体或者二聚体的形式存在，并将重组病毒通过皮下和鼻内接种小鼠。同时将天然植物病毒与连接了相同 CPV 多肽的匙孔血蓝蛋白作为对照，检测了免疫后小鼠血清中的抗体类型以及不同试验处理对小鼠细胞增殖、细胞因子的影响，通过中和试验发现，重组病毒产生的抗体在体外显示出对 CPV 的中和活性Langeveld 等(2001)将 CPV 的 VP2 基因插入植物病毒，经紫外线照射后，通过非肠道免疫，所有免疫的犬均获得了高滴度的特异性中和抗体，并对强毒攻击提供保护作用。以植物病毒为载体的疫苗，载体在哺乳动物体内不复制，为人和动物的疫苗研制提供了一种新途径。

2.疫苗接种

犬细小细病毒应以预防为主，防重于治。近年来，国内广泛进行细小病毒弱毒苗接种，疫情得到控制。幼犬体内抗CPV的母源抗体对于幼犬初期抗CPV感染起主要作用。高滴度的CPV弱毒疫苗能在一定程度上克服母源抗体的影响。用CPV-2b的29-97／40株弱毒苗免疫接种幼犬，能在一定程度上克服母源抗体的影响。经鼻内接种也能在一定程度上克服母源抗体的影响。对无条件检验或母源抗体水平不明的幼犬，可在45~60日龄进行首免，然后以15日间隔进行第二、第三次的免疫，以后每隔半年加强免疫1次。

3.治疗

犬细小病毒病发病快，病程短，目前尚无特效疗法。治疗的关键是早期发现、早期诊断、早期综合治疗。由于该病的急性心肌炎型发病急，死亡快，常常来不及治疗就死亡，现只对出血性肠炎型治疗总结如下。

3.1 特异性疗法

肌肉注射犬细小病毒单克隆抗体1 mL • kg -1 ，1次•d -1。肌肉注射犬细小病毒高免血清2 mL • kg -1 ，1次•d -1 ，连用4 d；同时配合使用干扰素肌肉注射，40~60 万 U • kg -1 ，1次•d -1 ，连用3~5 d。

3.2 支持疗法

5%糖盐水500 mL、维生素B 1 3 mL、维生素C3 mL、5%碳酸氢钠12 mL、ATP 4 mL、地塞米松2 mL，1次静脉滴注，2次•d -1 ，连用5 d。

3.3 抗病毒与抗菌消炎，防止继发感染

利巴韦林10 mg • kg -1 ，头孢曲松钠50 mg • kg -1 、庆大霉素1~2万U•kg -1 ，诺氟沙星10mg•kg -1 ，0.9%氯化钠250mL，静脉注射1次•d -1 ，连用5~7d。

3.4 对症治疗

止血，止血敏或安络血0.4 mL • kg -1 ，肌肉注射，1次•d -1 ，连用5~7d；止吐，胃复安0.3 mL •kg -1 加维生素B 6 0.3 mL • kg -1 ，或爱茂尔0.4 mL •kg -1 +阿托品0.1 mL • kg -1 ，肌肉注射1次•d -1 ，连用5~7 d；止泻，口服次硝酸铋或鞣酸蛋白，1.0g • kg -1 ，3次•d -1 ，连用5~7 d。当病犬出现心衰时，肌注安钠咖或尼可刹米2~4 mL；发生中毒性或失血性休克时，皮下注射盐酸肾上腺素 1~2mL；继发感染或肠毒素引起体温升高时，肌注氨基比林1~2 mL、庆大霉素2~5 mg • kg -1 体重或卡那霉素5~15 mg • kg -1 体重。

3.5 输血疗法

对于出血较多，严重贫血的病例，必须采取输血疗法，以病初、中期为输血的最佳时期。一般按4~6 mL • kg -1 体重进行输血，输血量宜多不宜少，1次即可，严重病例可重复输血1次。输血过程中要严密监视患犬的反应，看其有无不安、呕吐、痉挛、心悸亢进、呼吸急促等症状出现，若出现上述症状，应立即停止输血并采取抗过敏、强心等治疗措施。

3.6 补充体液

犬细小病毒病的脱水多为缺盐性脱水（低渗性脱水），如临床上尚不能确定脱水性质时，可口服补液盐自饮，现用现配。脱水严重的病犬，一般伴有代谢性酸中毒，所以应补碱（碳酸氢钠），可用林格氏液100~500 mL、低分子右旋糖酐50~150mL、5%碳酸氢钠溶液50~100 mL，1次静脉注射，同时配合应用VC 2~5 g、氟美松25~50 mg。如果病犬静脉滴注有困难，可以腹腔输液，输液中要严格控制输液量和输液速度，还要注意病犬心脏功能状况，否则易造成治疗失败。

3.7 加强护理，改善饲养条件

注意保暖，对犬舍及用具彻底消毒，保持清洁卫生。病初禁食1~2 d，对有饮欲且不再呕吐的犬，可补给充足的口服补液盐和复合维生素B，在疾病恢复期应停止饲喂高蛋白、高脂肪食物，给予营养丰富易消化的食物，少食多餐，以减轻胃肠负担，提高治愈率。

4 注意事项

在抗病毒与抗菌消炎，防止继发感染的同时，必须进行对症治疗。因为该病常因脱水休克而导致死亡，所以在治疗本病的过程中，补液是非常关键的，必须按脱水程度足量进行补液。同时还要注意保持电解质平衡，避免酸中毒的发生。对剧烈腹泻的患犬，除进行补液之外，还应根据酸中毒的轻重程度，给予静脉注射5%碳酸氢钠注射液来纠正酸碱平衡。对伴有严重呕吐的患犬，要特别注意补钾，但要严格控制补钾的剂量、浓度和速度。根据临床实践经验，在治疗该病时，越早应用犬细小病毒单克隆抗体和高免血清，治疗效果就越好。

在治疗该病期间，加强护理是提高治愈率的关键，因为患细小病毒的犬胃肠功能受损，在呕吐症状未完全消除之前，必须禁食和禁水，以减轻胃肠负担，避免刺激胃肠道激发呕吐和腹泻，加重症状。因此，禁食禁水对治愈该病极为重要。

5 预防措施

该病应以预防为主，治疗为辅，免疫接种是预防本病的有效措施。对新购的幼犬要观察2周以上，待确定幼犬健康状态良好后，再为其接种疫苗。也可在购买幼犬后，先给幼犬注射犬五联高免血清或犬细小病毒单克隆抗体，3周后再为幼犬注射疫苗。通常使用犬瘟热、犬细小病毒病、传染性肝炎、副流感、狂犬病五联弱毒苗或犬瘟热、犬细小病毒病、犬钩端螺旋体病、传染性肝炎、传染性支气管炎、副流感六联弱毒苗免疫接种。

一旦发病，应及时采取综合性的防治措施，及时隔离患犬，并对犬舍、周围环境、用具、患犬餐具及患犬粪尿和排泄物等使用3%的氢氧化钠溶液或10%~20%漂白粉溶液彻底消毒。

加强日常管理，改善环境卫生，平时对犬舍和饲具要用1% 福尔马林反复消毒，对犬舍场地用20% 的漂白粉反复消毒，防止疫病传播流行。注重营养平衡，减少应激因素，不喂发霉的食物，饲喂足够的新鲜食物，各种维生素及微量元素添加剂，进行科学饲养。

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犬细小病毒:从起源到进化 赵建军  闫喜军   吴威   中国农业科学院特产研究所预防兽医研究室，吉林132109

犬细小病毒诊断与防制研究进展   徐钰，刘剑郁，解林红，彭鹏

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